动物模型构建丨骨关节炎大鼠模型
骨关节炎动物模型是研究骨关节炎(Osteoarthritis, OA)病理机制及评估潜在治疗方法的重要工具。通过模拟人类OA的病理过程,这些模型有助于深入理解疾病进展并开发新的干预策略。
关于常用骨关节炎动物模型的分类,科研界通常根据建模的诱导方式和与人类疾病的相似性来进行划分。以下几种为按诱导方式分类的骨关节炎动物模型类型及其特点:
自发性模型
某些品系动物(如Hartley豚鼠、C57小鼠)会自然发展出类似人类OA的症状,无需人为干预。这类模型通常需要较长时间观察疾病进展,但能提供关于自然病程的宝贵信息。
手术诱导模型
通过外科手术改变关节结构,如切除前交叉韧带(ACLT)或半月板,以引发关节不稳定和OA样病变。该模型能快速诱导OA,常用于研究机械应力对关节的影响。
化学诱导模型
通过关节内注射化学物质(如木瓜蛋白酶、胶原酶或单碘乙酸钠)破坏关节软骨,从而诱发OA。这种方法可精确控制损伤程度,适用于研究特定化学因素对关节的影响。
关节制动模型
通过固定关节(如使用石膏)限制其活动,导致软骨退化和OA样病变。这类模型有助于研究机械负荷变化对关节健康的影响。
基因工程模型
通过基因编辑技术(如敲除或突变特定基因)模拟与OA相关的遗传因素,有助于研究特定基因在OA发病机制中的作用。
以手术诱导模型(Hulth法)为例
动物品系:SPF级Wistar大鼠,健康,3–4周龄,雄性,体重180–200 g
实验分组:正常对照组、模型组、给药组
实验周期:4–6周
Step 1
术前准备
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动物麻醉:
采用异氟烷(浓度通常为3%-5%诱导,1%-2%维持)进行吸入麻醉。
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术区备皮与体位固定:
将麻醉生效的大鼠以仰卧位固定于手术台。
使用电推剪或备皮刀彻底剃净右膝关节周围的毛发。
依次用碘伏棉球和75%酒精棉球以画圈方式由内向外对术区皮肤进行彻底消毒,重复2-3次。
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无菌隔离:
在手术区域铺盖无菌洞巾,建立无菌手术野。


Step 2
手术操作
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切口与暴露:
定位与切口:以右膝关节内侧间隙为中心,作一长约 0.5-1.0 cm 的纵向皮肤切口。
分离组织:使用精细组织剪,钝性分离皮下筋膜及软组织,避免损伤大血管,直至清晰暴露深蓝色的内侧副韧带。

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关键结构切断与切除(核心步骤):
切断内侧副韧带:用显微手术剪或11号刀片,将已暴露的内侧副韧带完全横断。
打开关节腔:轻柔地向后内侧牵开关节囊,正式打开膝关节内侧关节腔。
显露并切断交叉韧带:
显露:向内前方牵拉髌骨,使用弯镊在股骨髁间窝内清晰显露呈坚实条索状的前交叉韧带(ACL) 与后交叉韧带(PCL)。
切断:用显微手术剪依次将两条韧带完全切断。成功切断时应有明确的“落空感”,并可观察到胫骨相对于股骨的前向移动(即“前抽屉征”)。

切除内侧半月板:在充分暴露的关节间隙内,用显微镊提起内侧半月板,并使用手术剪或刀片将其完整切除。



Step 3
缝合伤口
彻底止血,生理盐水冲洗关节腔,逐层缝合。伤口涂抹氯霉素眼膏预防感染。


Step 4
术后护理
密切观察大鼠伤口情况及并发症。
常规饲养4–6周后处死取材,取膝、髋关节。
关节标本浸泡于4%多聚甲醛中固定1日,转入EDTA脱钙液脱钙6周,随后进行包埋和切片。
HE染色观察
正常对照组:软骨表层、移形层、放射层、钙化层结构清晰,关节面光滑,细胞排列整齐,染色均匀,潮线清晰。

模型组:关节面粗糙不整,软骨结构破坏,层次不清,可见空洞,细胞排列紊乱。

甲苯胺蓝染色观察
正常对照组:软骨各层结构清晰,关节面光滑,细胞排列整齐,软骨层及细胞核呈深蓝色,潮线清晰。

模型组:关节面不光滑,软骨层次不清,部分区域蓝染消失,染色不均,表层软骨细胞减少,可见肥大软骨细胞成簇分布,潮线模糊。

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麻醉风险 |
严格控制异氟烷浓度,监测呼吸与反射,避免麻醉过深或过浅。 |
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手术感染 |
无菌操作,术后涂抹抗生素软膏,必要时预防性使用抗生素。 |
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个体差异与建模一致性 |
选择相同周龄、体重相近的大鼠,由经验丰富者统一操作,减少人为误差。 |
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术后护理 |
单笼饲养至清醒,提供柔软垫料,每日观察伤口、活动及饮食情况。 |
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脱钙时间控制 |
定期检查脱钙程度,避免脱钙不足或过度,影响切片质量。 |
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病理评估主观性 |
采用双盲法评估,结合OARSI评分等半定量系统,提高结果客观性。 |
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模型稳定性验证 |
预实验验证建模成功率,通过影像学或组织学确认OA特征形成。 |
选择合适的OA动物模型应基于研究目标、所需病理特征及实验设计。手术诱导模型(如Hulth法)适用于研究机械不稳定引发的OA,具有成模快、病变典型等优点,但需注意手术标准化与术后管理,以确保模型的可重复性与可靠性。
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